Reprise du message précédent :

 
T'as entretien quand pour SF ? Savoir quand tu vas devoir faire ton choix entre les deux. Joli en tout cas  

 
Pour séquencer un génome entier plus personne n'utilise du Sanger, c'est beaucoup trop cher. Le Sanger c'est bien pour séquencer des fragments d'ADN de quelques kb mais quand tu veux faire des Mb ou des Gb tu as des méthodes bien plus rapides et moins couteuses, par exemple la méthode Illumina ou le pyroséquençage.
 

En parlant de sorties Illumina, j'ai choppé un fichier de sortie de type fastq pour faire un peu joujou. Par contre sur 529,828 reads, j'en ai 24,728 dont la séquence de qualité n'est pas de la même longueur que celle lue et les erreurs semblent répartie uniformément dans le fichier. Ce sont des trucs qui arrivent ou le fichier est foireux ? Si je veux continuer avec ce dernier, je peux juste dégager les reads avec la qualité foireuse ?

Tu parles du graphique du rapport FastQC "per base sequence quality" ?
Si oui, tu fait du trimming pour virer les séquences de mauvaise qualité (en-dessous du phred score que tu établis). Ensuite tu peux continuer.
C'est courant d'avoir des séquences de mauvaise qualité dans ton séquençage.

Je me remets doucement à l'analyse de données haut-débit, ça faisait deux ans que je n'avais plus touché à tout ça, ça fait du bien de raviver

La qualité ça a l'air d'aller:

 
Mais j'ai sûrement du trimming à faire (le tableau n'est pas complet pour la dernière image):


 
J'ai essayé naïvement "cutadapt" avec une sequence bidon à zigouiller pour tester (je découvre tous ces logiciels ) mais il s'arrête rapidement
en me disant que, pour un read, sa séquence de qualité associée n'est pas de la même longueur. Par la suite j'ai trouvé tout plein d'autres read dans le même cas et je me demande
ce qu'on fait dans cette situation, ce sont des choses qui arrivent et on vire simplement ces séquences du fichier fastq ?

d'apres ton 2e screen de FastQC, les adaptateurs n'ont pas été trimmés.
Tu peux vérifier directement en regardant les 1ères bases de tes reads.
Si c'est les mêmes d'un read à l'autre, c'est bien ça.
 
pour les différences de longueur entre séquence de qualité et read, ça ne me dit rien du tout...
 
t'es sur que t'as pas changé un param dans cutadapt ?

Yep les premières bases des reads sont semblables effectivement    
 
Je ne sais pas si c'est cutadapt le problème, au final j'ai fait un script pour dégager les reads dont la séquence de qualité était pas de la même longueur (~4-5% des reads)

Hello
Pour ceux qui ne connaissent pas ou qui n'ont pas vu Dr Nozman, voici un dendrogramme interactif sur le web http://lifemap.univ-lyon1.fr/explore.html
 

Bonjour à tous    
Vous connaitriez par hasard une équipe/labo qui recherche un ingé bioinfo en France/Europe ??
Je suis actuellement en recherche mais c'est actuellement un peu la misère dans le secteur ( ou c'est juste moi   )
 
Merci

 
https://maillist.psb.ugent.be/piper [...] hread.html
 
les messages les plus récents sont en bas
j'y ai vu passer des offres pour un peu tout (PhD/postoc/scientific programmer)

Oui, j'en connais. Mais non, je ne te dirais rien, chasse gardée !    
 
 

Merci à vous deux    
Bon mon profil aide pas des masses, je doit être un des rares ingé bioinfo qui fait pas de génomique (juste un peu de RNA-seq)

C'est deja plus que moi.

c'est pas la mort de s'y mettre
y'a énormément de ressources dispos en ligne, et y'a plein de datasets dispos également
 
tous les jours, y'a des Chinois qui sortent des PLoS one (enfin, des scientific report maintenant) avec 0 données générées chez eux, et juste des trucs du TCGA ou d'autres db publiques
 

 
'tin ca va faire baisser l'IF ca    moi qui etait content de sortir 2 papelards la-dedans

C'est cool, j'ai plein de chasseurs de tête qui me contactent pour des jobs dans le triangle London-Oxbrige. Ce qui est moins cool, c'est que des jobs juniors, genre en sortie de thèse.....  

Résumons:

- Académique: c'est rappé, je n'ai pas assez de publis dans les journaux top niveau (j'en ai quand même, mas pas assez), et surtout pas grants/fellowships depuis 2011....

- Industrie: je suis trop vieux, trop coûteux, pas d’expérience en industrie et pas les compétences (skills) qu'ils recherchent.

Pfffffff.......  

 
Tu veux peut-être pas aller si loin mais t'as regardé aux US pour l'industrie? Ils s'en foutent pas mal de l'âge et le niveau de skill demandé est souvent moins élevé (ils considèrent que tu apprendras sur le tas). Je te dis ça en ayant plusieurs exemple autour de moi. Limite tu peux faire ça pour un temps histoire d'avoir 2 ans d'exp avant de revenir en europe.  

Non, pas encore, mais pourquoi pas.
 
Après, j'ai 36 ans, 7 ans de postdoc dans l'academique, ça commence a peser.  

 
petit bras: 40 ans, 12 ans de post-doc (dans le même labo)....  
j'arrive a la fin de mon contrat, mon boss a décidé de passer Professeur a l’université de Cambridge (je suis en post-doc en Angleterre), j'ai décidé de ne pas le suivre, je suis trop vieux pour chasser le grant.
j'ai donc pris la décision d'essayer de démarrer une plateforme d'imagerie sur le petit animal dans mon institut (je bosse en immuno-onco). y a pas mal de compagnies sur mon campus et au travers de collaborations j'ai réalisé qu'il y avait un vide a ce niveau la. On verra ce que ça donne (le but est d'avoir le soutien de suffisamment de boites pour démontrer a mon institut que ça vaut le coup de créer un poste) mais en discutant avec les chercheur qui bossent dans ces compagnies tu te rends compte que l'age n'est pas une barrière et qu'ils sont très demandeurs de gens expérimentés, ça vaut donc le coup de les contacter même s'ils ne recherchent personne au moment ou toi tu cherches un boulot.

Ouaip, il faut que je fasse plus de networking.

Tu veux rester dans la protéo ou passer sur les NGS ? T'es plus axé stats/machine learning/dev d'algo ou analyses bio ?

- Jamais fait de NGS, mais faudra bien que je m'y mette un jour je pense.
- Je fais plus d'analyse bio, avec un poil de stat a la fin.

T'as regardé un peu en Australie ? Ils avaient du mal à recruter dans mon labo (mais c'était des NGS et des stats, même si il y avait quelques profils plus bio ). Autour de Brisbane et Melbourne y a pas mal de bon labos plutôt bien dotés (mais je sais pas trop quelle est la part de la protéo).
 
Bon, moi c'est la galère pour mes stages.

 
Du coup les prochains jours vont être compliqués. Il va y avoir des choix pas simples à faire j'ai l'impression.

Quels étaient tes soucis de visa pour les US ?

Ouah, en voilà de bons problèmes à gérer

Un truc débile. Pour les stagiaires étrangers il fallait une validation systématique du vice president. Ca aurait pas été un problème, mais cette validation pouvait se faire que quand les stages étaient officiellement publiés (en décembre). Du coup, ca m'aurait amené à commencer l'application pour le sponsoring/visa début janvier pour un début réaliste pas avant mi février/début mars, alors que je dois commencer courant janvier.

Dommage, les entretiens s'étaient super bien passés et ça avait l'air d'être une boite exceptionnelle.

C'est sûr que c'est mieux que de rien n'avoir du tout.

Ah ouais, c'est con en effet

mouais enfin avec les industriels il faut être sans pitié et jouer à mort sur les deux tableaux, quitte à dire que tu as des contacts dans d'autres boîtes pour ne pas passer pour un crève la faim. Je sais ça d'expé où il y avait 2 boîtes sur mon CV, me demandant d'écrire des projets en 24h chrono, tu te dis zut il faut jouer le gars honnête... super excitant pdt 2 semaines, et après plus rien    La règle ici et que je conseille à tout le monde, tant que tu n'as pas la lettre d'embauche, rien n'est sûr. J'ai eu 2 autre expés, où j'ai entendu dire "pas de souci, vous êtes le premier sur la liste, on valide ça à la prochaine réu", pour s'entendre dire deux semaines plus tard "bon, on a fait traîner, mais vous devez bien vous douter que l'on avait qq'un d'autre  qu'on a finalement pris"...

Pas top en effet tes expériences avec le privé.
Enfin je me dis que pour un stage ça doit être plus relax. Je me pose aussi des questions quant à aller dans une boîte qui bosse pas dans la santé, voulant faire après une thèse en human genetics. J'ai peur que ça me desserve un peu (mais le sujet est intéressant et me permettra d'utiliser pas mal d'outils différents.. ).

J'ai du mal à faire ça, question de tempérament.

Dis toi qu'en face, académique et industriel, ils n’hésitent pas de le faire, ou a employer des trucs parfois tordus.

Je suis assez d'accord avec Rashtor. Rien ne t'empeche d'avancer plusieurs pistes à la fois. Ce serait con de te retrouver le bec dans l'eau sans plan B.

Bjr,
 
dans ce long interview sur TheVerge, la bio-chimiste Jennifer Doudna (co inventrice avec la française Emmanuelle Charpentier de la technique CRISPR-cas9 ) déclare "“There are four countries that have approved human embryo experiments using the CRISPR gene-editing technology.”
 
Quatre pays ont donc approuvé l'usage de CRISPR sur l'embryon humain.  
 
Q: Quels sont-ils?
 
http://www.theverge.com/a/verge-20 [...] healthcare

- Royaume-Uni
- Chine
- Suede: http://www.npr.org/sections/health [...] an-embryos

Il me semble qu'il y a la Corée du Sud aussi.
 
D'autres pays vont sans doute suivre, au minimum pour prendre leur part dans les retombées économiques.

Ça consiste en quoi ?

C'est une technique qui permet d'éditer relativement facilement le génome.

 
En gros pour éditer le génome tu as besoin d'un certain nombre de choses. Notamment tu as besoin d'un outil pour couper le génome à l'endroit où tu veux agir et d'un autre pour recoller. L'un des principaux problèmes est (était ?) au niveau du découpage.
 
Historiquement la première méthode utilisée (et toujours largement utilisée dans tous les labos où on fait de la BM) c'est les enzymes de restriction qui vont reconnaître une séquence courte, classiquement de 6 nucléotides et couper le génomr à cet endroit. Le problème c'est qu'avec 4 bases différentes en proportions à peu près égales, ça veut dire que ce genre de sites est présent en moyenne tous les 4^6=4096 nucléotides, soit de l'ordre du million de site sur un génome humain. Donc en pratique tu ne peux rien faire sur un génome. Plus tardivement sont apparues des nucléases plus spécifiques capables de reconnaître des motifs plus longs et donc plus rares. Le problème est cependant que c'est un travail colossal de designer ce genre de nucléases ce qui limitait fortemnt l'utilité, en plus c'est super cher et pas simple d'utilisation.
 
Arrive donc le système Crispr, constitué de deux protéines et d'un ARN. L'ARN est composé de deux parties, une partie fixe permettant la liaison à Crispr et une partie variable de 20 nucléotides ou plus complémentaires de la séquence à cibler. Ensutie Cas9 coupe le génome à l'endroit ciblé. 4^20 c'est de l'ordre de 1000 milliards, soit largement supérieur à la longueur d'un génome eucaryote. Ton site sera donc unique. De plus, les seules parties variables du système (les ARN) sont aussi faciles à designer que des primers de PCR, soit 5 minutes top chrono si tu bois ton café en même temps.
 
Donc cette technologie est plus rapide, plus facile, plus séduisante
 
Et surtout beaucoup moins chère et plus précise.
 
Le niveau de précision et la simplicité d'utilisation permettent d'envisager des applications que les technos précédentes ne permettaient pas, notamment en matière thérapeutique alors qu'avant, on n'avait pas trop envie d'injecter du BamHI dans un patient

 
Mais en fait c'est plutôt sur la manipulation des gènes que portait mon interrogation
Mais j'ai lu l'article et c'est très intéressant.
 
Ils parlent de guérir des cancers et d'autres maladies. Mais est-ce que ça permettrait aussi de réparer des zones du corps "cassées" ?

 
Disons qu'il y a des applications qui semblent plus simples que d'autres. Le plus facile, c'est quand tu cherches seulement à couper une séquence sans mettre quelque chose d'autre à la place. Par exemple sur un malade du sida, tu vas essayer de cibler le génome viral intégré alors que celui-ci est normalement à atteindre. Là c'est simple, tu prends une séquence complémentaire ciblant un gène viral peu variable et essentiel tel que la réverse transcriptase. Tu peux même cibler plusieurs gènes à la fois, c'est à peine plus de boulot de cibler 10 motifs que d'en cibler un seul et ça va grandement réduire les risques d'apparition de résistances. Dans les autres cibles a priori "faciles", il y a les maladies génétiques dominantes. Une fois que tu as identifié la mutation à problème chez le malade, tu lui fais son traitement perso dirigé contre sa mutation et l'allèle muté va prendre cher alors que l'allèle sain va être épargné. Il y a également un certain nombre de cancers dans le même cas, d'où les applications actuelles.
 
En plus compliqué mais aussi plus puissant, on peut viser une séquence et apporter du matériel génétique à insérer à la place. Par exemple si on reprend le cas du hiv, au lieu de te contenter de tuer la réverse transcriptase tu vas apporter un élément codant pour une toxine tuant la cellule. Si la cellule porte du génome hiv intégré, il y a également plein de génome sous forme ARN à l'intérieur et donc il est sans doute préférable de zigouiller la cellule plutôt que d'essayer de la réparer. Dans ce cas la séquence apportée avec le crispr sert de sonde pour repérer les cellules infectées et la séquence apportée permet de régler le problème.  
 
Ca va certainement également révolutionner la thérapie génique le principal problème actuel étant que les séquences apportées s'insèrent un peu comme elles ont envie. La plupart du temps ça s'insère à un endroit safe mais de temps en temps ça va te mettre le bazar dans un proto-oncogène ou dans un p53 et tu retrouves avec une leucémie. Et "la plupart du temps ça se passe bien au niveau cellulaire" ça se traduit par "souvent ça se passe mal au niveau de l'organisme" quand tu multiplies par des milliards de cellule et qu'il en suffit d'une pour te provoquer un cancer. Maintenant on va directement indiquer l'endroit où il faut insérer le gène thérapeutique et ça sera nettement plus sur.
 
Voilà, ça c'est juste quelques unes des applications prévisibles en médecine, il faut voir ce que ça va donner en pratique et il y a souvent des déceptions. Cependant on a un outil réellement très puissant entre les mains et en 15 ans dans la recherche c'est très clairement la plus grosse avancée que j'ai vue en matière thérapeutique. J'avais été très sceptique par rapport à l'utilisation thérapeutique des RNAi il y a quelques années, pour moi il y avait un certain nombre d'obstacles qui me semblaient très difficile à franchir. Là j'avoue que je suis très optimiste et même si on réussit seulement le quart des applications évoquées plus haut ça restera un énorme succès. Evidemment les applications iront bien au-delà de la médecine, ça va bien sur être utilisé massivement par les producteurs d'OGM même si il ne faut pas le dire

Bon, résolution de nouvel-an: en 2017, je deviens un pro du NGS.
 
C'est quoi les outils phares actuellement ? La suite Trinity (https://github.com/trinityrnaseq/trinityrnaseq/wiki) avec Bowtie2 ?
 
Vous avez des tutoriaux ou hands-on pour démarrer ?

Ok