Reprise du message précédent :

je ne touche pas à ces choses-là moi.
 
Et pis venir poster sur HFR, n'est-ce pas déja une preuve d'autisme en soi ?
 

 
C'est plus simple qu'il n'y parait, même un bioinformaticien devrait arriver à faire ce genre de manipes. Si tu veux je peux te prendre deux semaines en stage de découverte dans mon labo

J'ai déja testé ça étant plus jeune, mais je m'en suis repenti, D.ieu m'en préserve à tout jamais.

http://www.nature.com/news/2009/09 [...] s=news_rss

C'est bien la preuve que les algériens ont le gène de la violence en eux !
En tôle tout le monde !

J'suis pas abonné  

Je cherchais à comprendre cedont un copain de promo me parlait.
 
Il a été produit un tournsol résistant à un désherbant. L'OGM n'est pas obtenu par trangénèse, mais par mutagénèse consécutive à l'application d'un produit exogène, le méthylsulfonate d'éthyle.
 
Ce que j'aimerais savoir/comprendre, c'est comment/pourquoi on pourrait n'entrainer qu'une mutation ponctuelle sur UNE base... J'arrive pas à m'imaginer que si le produit est mutagène, il ne touche pas plus d'une base, pile-poil dans le bon gène qui va bien, comme par hasard sur le site de l'inhibiteur...
 
Voilà les "documents" que j'ai trouvés rapidement...
 
http://www.infogm.org/spip.php?article3934
http://www.hc-sc.gc.ca/fn-an/gmf-a [...] oc-fra.php

Bof, rien ne dit que la mutation se fait spécifiquement sur les bonne base.
Mais c'est assez logique de penser que si tu fais la mutagenèse aléatoire en présence de l'herbicide, alors les X mutations qui n'affectent pas le bon gène ne survivront pas tandis que LA bonne mutation sera la seule à survivre. Au final la discrimination entre "mutations efficaces/autres mutations" se fait toute seule.
 
 
 

Si si _tchip_, deuxième lien, paragraphe 2 du grand 2: mise au point de la plante modifiée.
 
Alors je veux bien, ils appliquent leur produit sur plusieurs graines, font de la selection sur 4 générations pour trouver une lignée où la bonne mutation a eu lieu, ça je veux bien.
Mais c'est derrière, le fait qu'ils disent que la mutation n'a eu lieu que sur une seule base dans l'ensemble du génôme... ça je vois pas comment ils peuvent l'affirmer, à moins de s'être retapé un séquençage entier, plus derrière toute la protéomique, la métabolomique....

Par back-cross    
 
EMS et ENU sont les agents privilegies pour faire de la mutagenese.
On utilise ca tous les jours sur C. elegans, cerevisae etc  
 
edit: et le sequencage du genome entier ne coute presque plus rien avec une methode recente appelee "solexa".

Et quand bien même, ils disent que la mutation nécessaire est suffisante à la résistance est d'un nucléotide, mais ils ne précisent pas si ils ont vérifié l'absence de mutations ailleurs.
Ils partent juste du principe que c'est telle enzyme qui est sensible à l'herbicide, et du coup c'est certainement seulement le gène codant pour cette enzyme qu'ils vont check, et pas ailleurs.

Bah, derrière, ils ont fait des études de toxicité et autre, donc j'ose espérer qu'ils ont été rechercher plus loin que juste la mutation ponctuelle...
 
La description est vraiment légère... Bon, c'était juste suite à une question posée par un pote de promo...
Je suis pas convaincu ni rassuré.

Bonjour à tous
 
Je suis actuellement en fin école d'ingénieurs et je m'oriente fortement vers la bio (cette année (la troisième) je fais principalement de la bio, des maths app (genre calcul stochastique...) et un peu d'écologie.
 
Je voudrais savoir ce que vous pensez des différentes formations suivantes (elles traitent différents domaines, c'est normal) :
 
Le M2 Paris 6/Polytechnique MathsBio (http://www.ann.jussieu.fr/MBIO/)
Un MSc de Biomedical Engineering à l'Imperial College de londres
Un Ms de Biotechnology à l'ETH Zurich
 
Autre question : Connaissez vous des équipes de recherche en France qui travaillent sur les tissus (par exemple croissance de tissus à partir de cellules souches adultes reprogrammées) ??
 
Merci beaucoup !!

 
Ne travaillant pas dans cette branche de la biologie je ne connais pas les cours en question mais ce qui est sur, c'est que tu trouveras difficilement mieux que l'Imperial College et l'ETH en Europe pour ce qui est de la biologie. Si ton ambition est de poursuivre dans la recherche et surtout dans la recherche publique, je choisirais sans doute l'une de ces deux-là. Si tu penses plutôt rester dans l'industrie ou dans la recherche privee en France, reste plutôt dans ton école préférée. C'est facile de quitter la France, c'est beaucoup plus dur d'y revenir. Ca fait trois ans que je me dis "dans dix-huit mois, je rentre en France" et j'en suis toujours au même point.

 
En fait, ça dépend de quelle affinité avec le français, l'allemand ou l'anglais.
 
Comme dit plutot l'Imperial et l'ETHZ sont au top.
 
Et si tu préfères le français, il y a l'EPFL, le pendant romand de l'ETHZ:
http://sv.epfl.ch/page58921-fr.html
http://ssv.epfl.ch/page64195-fr.html
 

Perso j'irais a Zurich

... si tu veux bosser 14 heures par jour ...   Zurich où les feignasses bossent 12 heures /day  

 
Oula    
C'est confirmé cette réputation de bosseurs ?

Mais c'est partout pareil    
 
(sauf en France...)

   nan

J'ai besoin de spécialistes en crystallo.
 
J'ai fait un modèle de protéine. C'est un hétérodimère.
 
A la surface d'interaction entre les deux monomère, j'ai:
- une partie d'un monomère qui est relativement acide (avec deux Glutamate (E) qui pointent dans la surface d'interaction).
- de l'autre coté sur l'autre monomère, une surface basique (avec une Lysine (K) et une arginine (R) qui pointent dans la surface d'interaction).
 
Un calcul avec APBS révèle de jolies couleurs rouges et bleues comme on s'y attend.
 
Plusieurs questions:
 
- Est-ce possible que ces deux charges soient prédominant à l'interaction entre les deux monomères ?
- Qu'elles sont les distances entre résidues pour dire qu'ils intéragissent ?
(D'après mes souvenires, à 3.2Angstroms, c'est une liaison hydrogène fortes. A moins de 6A, c'est une liaisons hydrogène faible. Ou du VanDerWalls ?).
 
- J'ai différentes structures cristallisées similaire à mon hétérodimère.
Je ne retrouve pas toujours les mêmes interactions alors que les séquences sont les mêmes. Genre une Lysine qui pointe dans l'autre sens (Rotamère ?).
Y'aurait-il une structure meilleure ? Comment dire dans ce cas si le résidus intéragit ou pas ?
 
- J'ai fait une petite dynamique moléculaire sur mon modèle. Des fois un résidu (K) intéragit avec un résidu (E1) et des fois avec un autre (E2). Qu'en déduire ?
 
 
Si c'est pas clair, je peux préciser certains points.

 
Ca peut etre predominant mais il faut voir quels sont les autres residus participant a l´interaction. Si tu as  par exemple deux patches de residus hydrophobes se faisant face, ils auront probablement une contribution plus importantes que ces residus charges.
 

 
3.2A c´est bien mais pas exceptionnel. Dans un feuillet beta ou une helice alpha, la distance entre l´azote du NH et le O du CO est souvent inferieure a 3A, je dirais 2,6A dans les meilleurs endroits de memoire.  
Pour les interactions VdW, on est plutot vers 4,5 A.
6A, c´est trop loin pour interagir par liaison faible.
 

 
Les residus allonges ont souvent plusieurs conformations possibles. L´arginine est de ce point de vue le pire, en solution dans l´eau il existe une trentaine de conformations representant au moins 1% de la population totale. D´ailleurs, il faut toujours etre prudent avec ces residus (surtout E, K, R, Q) quand ils sont a la surface de la proteine et pas impliques dans un contact cristallin. Dans cette situation, plusieurs rotameres seront effectivement presents et celui qui apparaitra dans le fichier pdb n´est qu´une des solutions possibles. Beaucoup de cristallographes choisissent au final le rotamere de plus basse energie qui est compatible avec la geometrie locale de la proteine mais ca ne veut pas dire que c´est le seul. Personnellement, dans ce genre de situations je choisis egalement le rotamere le plus stable et j´assigne un taux d´occupation nul aux atomes qui n´aparaissent pas dans les cartes de densite (car trop mobiles).
 

 
Tu peux tres bien avoir un equilibre entre les deux conformations. A une resolution "moyenne" (disons 2 a 2.5), je dois bien avoir 2 a 5% des residus presentant deux conformations alternatives (dans ce cas, les deux sont en general visibles) et sans doute un tiers des residus longs exposes pour lesquels je ne vois pas de densite pour les derniers atomes (ce qui signifie dans ce cas qu´il y a beaucoup de rotameres simultanement presents)

 
L'EPFL çaybien, mangez-en! Je suis en 2ème année de Master en Sciences et Technologies du Vivant et j'en suis plutôt content. Là je suis en train de faire ma thèse de Master à l'étranger et je me sens pas largué, au contraire. Niveau langue, tous les cours sont en anglais au Master.
 
Petite question tant que j'y suis, faites parlez votre expérience: quel compagnie me conseillez-vous pour un kit qPCR taqman? Merci
 

 
 
Ok pour 2.2-3.4A pour les interactions hydrogènes.
Ok pour les moins 4-5A pour les VanDerWalls.
 
Au dela de 5A, y'a aucunes forces en jeu ?
 
Y'a pas un moyen pour que je puisse affirmer que ces deux surfaces acides et basiques s'attirent et participent à l'interaction ?
Les interactions du cristal sont elles les "vraies" et les "seules" ? Il me semble que dans la cellule, la protéine bouge, et donc que les interactions peuvent se former et déformer à loisir.
Comment tester cette hypothèse sur mon modèle par homologie ?

 
En theorie, ces forces ont une portee infinie mais en pratique ce sont les distances separant les residus lies par ce type d´interaction. Les distances que je mentionne correspondent donc au point d´equilibre entre les forces attractives et les forces repulsives qui deviennent preponderante a tres courte distance. Dans le cas des liaisons H, ce sont des forces en 1/r2 donc a 6A, tu as encore un quart de la force presente a la distance optimale. Dans le cas des VdW, ca doit etre du 1/r6 si je me rappelle bien donc la limite est beaucoup plus nette.
 

 
Ca depend des donnees que tu as. Si tu as un modele dans lequel les deux proteines sont associees, tu peux calculer la surface d´interaction et surtout le gain d´energie apporte par cette interaction. Si c´est suffisamment fort, tu as probablement une interaction.
 
Cependant, si j´etais a ta place et que je voulais un resultat sans ambiguite, je remplacerais quelques charges + de ta surface d´interaction supposee par des charges - et je regarderais par gel filtration si ca se traduit par un deplacement du pic de migration.
 

 
Une interaction forte sera quasiment toujours observee dans le cristal mais ce n´est pas forcement le cas pour une interaction plus instable. Si tu observes une forte interaction (sur une large surface + impliquant beaucoup de residus hydrophobes), l´interaction observee dans le cristal sera tres probablement significative. Dans le cas contraire, ce n´est pas forcement le cas et il est preferable d´appuyer la structure par d´autres donnees (mutagenese, Saxs, gel filtration, sedimentation ...)

Ok.

Ouais, je vais voir ça.
Avec de la mutagénèse in silico, ça devrait le faire.

Je ne vais pas m'abaisser à toucher des produits toxiques.

Ok. M'a l'air plus complexe que je le pensais.

 
A part si tu bosses sur la proteine prion, tu ne manipules rien de toxique en faisant une gel-filtration et ca apporte souvent des infos bien pratiques
 

 
Sur les cinq structures que j´ai vu passer de pres, il y en avait trois pour lesquelles la structure oligomerique etait evidente avec les seules donnees de cristallo (elles etaient confirmees par le serveur EBI Pisa) et deux pour lesquelles il y avait besoin de donnees experimentales complementaires pour etre vraiment sur de la stochiometrie (pour ces structures, Pisa pataugeait autant dans la semoule que nous)

Je suis en train de tester FoldX là-dessus.
Ca a l'air de me sortir les résidus en question comme faisant partie de la surface d'interaction. C'est cool.

Si PISA me dit que ces résidus participent à l'interface (ce qui est le cas), c'est donc que c'est bon ?

C'est marrant comme on a tous tendance à croire la machine quand elle nous dit que notre intuition était la bonne, et comme on l'envoie bouler comme "pas fiable" et "juste théorique" quand elle ose nous contredire!

Y'a même une science qui s'est développée sur ce thème.
Ca s'appelle les statistiques.

Je suis en train de m'arracher les cheveux sur R. Je crois que c'est même des axones sur lesquels je suis en train de tirer là.

Sinon, y'a SPSS qui est gratuit pendant un mois.

J'ai pris XLSTAT, idem, gratis pendant un mois...

Statistica über alles

C'est cher!
 
Si quelqu'un veut m'offrire une licence à Noel?

Bonjour bonjour,
 
J'ai une question toute bête, mais à laquelle je ne trouve pas de réponse précise (je sens que je vais passer pour un ignare, mais j'aime autant lever le doute ).
 
Chez un organisme diploïde, la transcription d'un gène puis la traduction sont elles quantitativement prises en charge de façon équivalente sur chacun des chromosomes?
 
Prenons l'exemple d'un gène avec une mutation faux sens dans la séquence codante, chez un hétérozygote pour ce gène. En estimant qu'il n'y a pas de polymorphisme sur les séquences promotrices (oui je sais, c'est vaste ), est ce qu'on aura forcément la même quantité de transcrit pour chacun des deux allèles? De protéine?
 
D'instinct, je dirais que ce n'est pas le cas... Mais l'instinct...
 
S'il y a des régulations, connait on les acteurs?
 
La seule publi (ici) que j'ai trouvée à ce sujet date de 1962  
 
Merci!

Toute sequence promoteur etant identique, c'est strictement la meme expression.
 
Je te recommande de te renseigner sur "X dosage compensation" qui est un probleme lie et fondamental chez les diploides.  
 
edit: je parle de transcription.
 
Pour la traduction, ne pas oublier qu'il existe le "non-sens mRNA decay" qui ne laissera pas la traduction s'etablir de maniere equivalente.
 
 
 

La biblio de ma fac m'a fait une bonne blague aujourd'hui : ils ont la collection complète de Nature depuis 1968 ou un truc du genre, sauf le numéro dont j'ai besoin...
 
Si une bonne âme avait accès à cet article : Nature 1975, 253, 365-366
 
Et également, tant que j'en suis à faire des demandes :Economic Botany 1978, Vol32/N°1, 65-74

 
Il y en a qui ne doivent pas s'ennuyer dans leurs labos quand on voit le genre de journaux qu'ils citent
 
Si tu n'as pas ton article d'ici demain, je te l'enverrais